内生拮抗细菌在哈密瓜植株体内的传导定殖和促生作用研究

3

内生拮抗细菌在哈密瓜植株体内的

传导定殖和促生作用研究

罗　明1,芦　云2,张祥林3,程钟剑1

(1农业大学农学院,乌鲁木齐830052;2教育学院理学分院,乌鲁木齐830043;3出入境检验检疫局,乌鲁木齐830063)

摘　要:采用抗生素标记的方法研究了内生拮抗细菌P38和B167菌株在哈密瓜植株体内的定殖动态和对植株生长的影响.结果表明,接种方法显著影响P38菌株在植株体内的定殖和传导,并以浸种处理最佳,蘸根和灌根处理次之,喷叶处理最差;浸种可使P38菌株在根、茎、叶中良好传导和稳定定殖,随着植株的生长,根内菌量呈下降趋势,而茎、叶内的含菌量先上升后下降;P38菌株还具有促进哈密瓜种子萌发和植株生长的作用.B167菌株只在根内定殖,在体内的扩展性较差,不能进入叶片;它对植株的生长表现出一定的抑制作用.关键词:内生细菌;拮抗;抗药性标记;定殖;促生;哈密瓜中图分类号:Q939.96

文献标识码:A

ColonizationandConductionDynamicsofEndophyticAntagonisticBacteria

inHamiMelonPlantsandTheirEffectsonPlantGrowth2promoting

LUOMing1,LUYun2,ZHANGXiang2lin3,CHENGZhong2jian1

(1CollegeofAgronomy,XinjiangAgriculturalUniversity,Urumqi830052,China;2CollegeofScience,XinjiangEducationInsti2tute,Urumqi830043,China;3XinjiangEntry&ExitInspectionandQuaratineBureauofthePeople’sRepubicofChina,Urumqi830063,China)

Abstract:P38andB167,endophyticbacteriastrainswhichpreviouslyexhibitedbiocontrolability,isolatedfromHamimelonplants.Colonizingdynamicsofthestrainsinroot,stemandleafofHamimelonplantandtheireffectsontheplantsgrowthwereinvestigatedafterinoculatedthestrainsmarkedwithantibiotic2re2sistancebyfourdeliverymethods,includingsoakingseeds,pruned2rootdip,soildrenchandfoliarspray.TheresultsindicatedthateachofthefourmethodscouldledtocolonizationofP38straininHamimelontissues,buttheeffectivenessofthedeliverymethodsweredifferentsignificantly.ThesoakingseedswasthemostefficientmethodtodeliverP38intothetissues.ThecolonizingdensityofP38forsoakingseedstreat2mentwasmuchmorethanpruned2rootdip,soildrenchandfoliarspray.Afterinoculatedwithsoakingseeds,thetargetstrainP38couldcolonizeinternalroottissues,conducttointernalstem,leafandrootstab2ly,anditsdensitydecreasedinrootgraduallywhileincreasedinstemandfoliagethendecreasedastheplantgrowing.P38strainalsoexpressedtheabilitytopromoteseedgerminationandplantgrowth.AnotherstrainB167couldestablishinrootsonly,andnottransferintoothertissues.Itshowedinhibitionfortheplantgrowth.

Keywords:endophyticbacteria;antagonism;antibiotic2resistancetag;colonization;plantgrowth2promoting;

3收稿日期:2006212221;修改稿收到日期:2007203220

基金项目:国家自然基金项目(30460005);教育厅优秀青年学者科学研究奖励计划项目(XJEDU2004E06)作者简介:罗　明(19-),女(汉族),教授,硕士研究生导师,主要从事微生物学教学及微生物资源与生态方面的研究.E2mail:lu2

omingxjau@yahoo.com.cn

720西　北　植　物　学　报　　　　　　　　　　　　　　　　　　　27卷

Hamimelon

　　内生细菌作为生物防治资源菌的突出优势体现

在它们分布于植物的各组织内,具有稳定的生存空间;与病原菌处于相同的小生境,占据着有利的生态位,通过位点竞争、产生抗菌物质或诱导植物产生诱导抗性(Inducedsystemicresistance,ISR)等多种机制抑制病原菌;有的还同时具有促进植物生长的作用,比暴露于外部环境中的腐(附)生菌、根际促生细菌(plantgrowthpromotingrhizobacteria)等生防因子更具竞争力,更有利于生防作用的发挥[1,2],是植物病害生物防治中的一类极具应用潜能的资源菌[3,4].内生细菌在植物体内存活生长、竞争和传导,并以一定数量稳定定殖于植物体内,与寄主植物之间建立起“和谐联合关系\"是发挥其独具优势的生防促生作用的关键[5].研究内生细菌在植株体内定殖的方法主要有抗药性标记法、电镜观察法、抗血清法、免疫胶体金染色法、激光共聚焦显微技术、报告基因标记法等[628].目前,关于哈密瓜内生细菌与宿主相互关系的研究未见报道.P38、B167是作者从健康哈密瓜植株体内分离、筛选获得的对西甜瓜果斑病菌、细菌性叶斑病菌、疫霉病菌等具有高拮抗活性的内生细菌菌株,本试验采用抗生素标记法研究它们在哈密瓜植株体内的传导、定殖规律和对植株生长的影响,为了解其与宿主植物的相互作用、明确其抗菌作用机制及应用提供科学依据.

霉素、青霉素用无菌双蒸水配制成母液,利福平用95%乙醇配成母液,均过滤除菌后加入培养基中制成一定浓度的抗生素平板.诱变剂NTG(N2甲基2N′硝基2N2亚硝基胍)购自上海Sangong公司.1.2　菌株的抗药性标记

1.2.1　野生菌株的固有抗药性测定　在含不同抗

生素的NA平板上分别接种P38和B167菌株,30℃恒温箱中培养3～4d,观察菌落的生长情况,测

定菌株对不同抗生素的固有抗药性.1.2.2　抗药性突变株的诱导和稳定性测试　将菌株进行天然抗药性的检测,采用菌株无固有抗药性的抗生素标记菌株.参照文献[11,12]中的方法用NTG诱导并进行抗药性突变株的筛选,逐步筛选出抗100μg!mL-1卡那霉素和100μg!mL-1的链霉素的P38双抗突变株(P38ks)及抗300μg!mL-1利福平和150μg!mL-1链霉素的B167双抗突变株(B167rs).

将P38ks、B167rs菌株于4℃冰箱保存1周后,接种于不含抗生素的NA平板上,28℃恒温箱中培养2～3d后,再将培养菌落接种于含抗生素的NA平板上,观察其生长情况.如此重复数次,测定抗药性突变株的稳定性[13].

1.3　抗药性标记菌株的回接与再分离

1.3.1　种子内生菌的消除　‘早金’种子经表面灭

1　材料和方法

1.1　材　料

1.1.1　供试哈密瓜品种与菌株　供试哈密瓜品种(CucumismeloL.)为主栽哈密瓜品种,‘早金’

种子来源于农业科学院园艺研究所.供试菌株P38(Paenibacilluspolymyxa)和B167(Bacillusspp.),是在体外抗菌活性测定中筛选出的对西甜瓜细菌性果斑病菌(Acidovoraxavenaesubsp.citrul2liWillemsetal)、哈密瓜细菌性叶斑病菌(Pseuodo2

monassyringaepv.lachrymans)、疫霉病菌(Phyto2phthoradrechsleri)、棉花枯萎病菌(Fusariumox2ysporiumf.sp.vasinfectumSnyderetHansen)等

菌处理后,分别置于加有150μg!mL-1利福平和

100μg!mL-1卡那霉素的无菌湿滤纸上以抑制消除种子内的内生菌,以无菌水浸泡为对照,26℃恒温箱催芽3d[14].种子内生菌消除效果的检查参照芦云等[15]的方法.1.3.2　抗药性标记菌株的回接　采用浸种、喷叶、蘸根、灌根等不同接种方法回接抗药性标记菌株,每处理设3次重复,每重复6盆,每盆6株苗.

(1)浸种处理　把经1.3.1处理后的哈密瓜种子浸入P38ks、B167rs菌悬液(1×108CFU!mL-1)12h,播种于营养钵(Φ=18cm)灭菌土壤内,设无菌水浸种为对照.

(2)灌根处理　播种后用P38ks菌悬液灌入种子周围的土壤中,设无菌水灌根为对照.(3)蘸根处理　哈密瓜苗长至2片真叶时将瓜苗挖出,根部浸入P38ks菌悬液中15min,再移栽于营养钵(Φ=18cm)灭菌土壤内,设无菌水蘸根为对照.

具有高效、广谱抗菌活性的内生拮抗菌株[9].　　　　1.1.2　细菌培养基　营养琼脂(NA)培养基[10].1.1.3　抗生素与诱导剂　抗生素购自北京天为时代科技公司,硫酸卡那霉素、链霉素、氨苄青霉素、红

4期　　　　　　　　　罗　明,等:内生拮抗细菌在哈密瓜植株体内的传导定殖和促生作用研究721

(4)喷叶处理　哈密瓜苗生长至2片真叶时用P38ks菌悬液均匀喷洒于叶正反两面,保湿1～2d,温室培养,仅浇水,不施用肥料.播种后7d调查不

同处理的出苗率.分别在植株的子叶期、1叶期、2～3叶期和4～5叶期随机选取不同处理的10棵植株

设无菌水喷叶为对照.

各处理接种量均为2mL/苗(种子),接种后的植株放置温室培养,28～30℃,自然光照.1.3.3　抗药性标记菌株的再分离　分别在植株生长的胚芽期(5d)、子叶期(15d)、1叶期(22d)、2～3叶期(33d)和4～5叶期(40d),随机取6～8株苗,分根、茎、叶分离回接的P38ks、B167rs.

对根、茎、叶进行表面灭菌[15],取经检验表面灭菌彻底的材料1g于无菌研钵中,加灭菌的PBS缓冲液5mL充分研磨,取上清液倍比稀释,取0.1mL均匀涂布于含有NA+Kan(100μg!mL-1)+Str(100μg!mL-1)(P38ks),及NA+Rif(300μg!mL-1)+Str(150μg!mL-1)(P167rs)的平板上,26～28℃培养,3～5d后观察计数,每处理重复3次.1.4　回收菌与野生菌株的拮抗性比较

采用对峙平板法测定野生菌株和回收菌株对西甜瓜细菌性果斑病菌(A.avenae),哈密瓜细菌性叶斑病菌(P.syringae),疫霉病菌(P.drechsleri),棉花枯萎病菌(F.oxysporium)的拮抗作用.1.5　内生细菌对植株生长的影响

用P38ks、B167rs菌悬液(1×108CFU!mL-1)浸泡经消除内生菌处理的‘早金’发芽种子12h后,播种于营养钵灭菌土壤内,设无菌水浸种为对照.每处理10盆,每盆5粒,重复3次,置于22～25℃日光

测定株高和植株的干物质重.

2　结果与分析

2.1　P38、B167菌株的抗药性及其稳定性

2.1.1　P38、B167菌株的固有抗药性　在所测定的6种抗生素中,P38对红霉素具有抗性;而B167则

对氨苄青霉素、红霉素、青霉素、卡那霉素均有抗性

(表1).故对P38选择卡那霉素和链霉素双标记,B167选择利福平和链霉素双标记,用以在回接和再分离时区别植株内的土著抗性菌株.

2.1.2　P38、B167菌株抗性突变株的稳定性　采用NTG诱导、抗生素逐步筛选,最终分别获得了抗Kan(100μg!mL-1)+Str(100μg!mL-1)的P38突

变株P38ks及抗Rif(300μg!mL-1)+Str(150μg!mL-1)的B167双抗突变株B167rs.对其培养性状、抑菌活性的测定表明:P38ks、B167rs的菌落特征及对各病菌的拮抗作用均与野生菌株相似.P38ks、B167rs在不含抗生素的NA平板上传代28次后,仍能分别在含有Kan(100μg!mL-1)+Str(100μg!mL-1)及Rif(300μg!mL-1)+Str(150μg!mL-1)的NA平板上生长,证明突变株的抗药性是稳定的.　　　　　　　　　　

表1　野生菌株对几种抗生素的抗性

Table1　Intrinsicantagonismofwildstrainstoantibiotics

菌株

StrainP38B167

硫酸卡那霉素

Kanamycin

-+

链霉素

Streptomycin

--

氨苄青霉素

Ampicillin,

-+

红霉素

Erythromycin

++

青霉素

Penicillins

-+

利福平

Rifampicin

--

　　注:“+\"表示在培养基平板上生长较好,即对抗生素有抗性;“-\"表示在培养基平板上不生长,即对抗生素无抗性.

Note:“+\"meansthestraingrowingwellontheculturemediumplate;“-\"meansthestrainnogrowingonculturemediumplate.

2.1.3　P38ks、B167rs再回收菌的抑菌活性　测定比

较P38、B167野生菌株与P38ks、B167rs再回收菌的

菌落特征、菌体形态、产孢特性、革兰氏染色反应及对果斑病菌等病原菌的抑菌活性(图1、图2)均相似.由此进一步证明对P38、B167采用抗生素标记并结合抗菌活性检测,进行内生细菌在寄主体内的定植研究,结果可靠.2.2　P38ks、B167rs菌株在哈密瓜植株内的定殖和传导2.2.1　在哈密瓜不同组织内的定殖和传导动态　哈密瓜种子经消除内生菌处理后,用P38ks、B167rs

菌株浸种回接,回接菌株的再分离结果显示(图3):

在所测定的哈密瓜生长时期,P38ks在植株的根、茎、叶组织内均能分离到,B167rs在植株的根、茎组织内分离到,回收菌菌落形态与接种菌相同,而不接菌的对照植株则检测不到.由此表明P38ks、B167rs通过浸种接种处理均能进入哈密瓜植株体内定殖、传导.

P38ks回接初期(接种后5d),在哈密瓜植株根内的载菌量可达9×104CFU!g-1FW,到第22天菌量仍可达到1.2×104CFU!g-1FW,随着植株的生长,P38ks在根中的数量逐渐下降,数量于40d后降低到1.0×102CFU!g-1FW;而P38ks在茎中的数量

722西　北　植　物　学　报　　　　　　　　　　　　　　　　　　　27卷

则呈现上升趋势,从2.0×102CFU!g-1FW(接种后

15d)上升至3.0×104CFU!g-1FW(接种后22d),

数量在40d后仍能保持在1.0×103CFU

!g-1FW,高于此时期根中的菌量;叶片中的菌量

图1　P38野生、标记与回收菌株的菌落形态和抗菌活性

1.对P.syringae的抗菌活性;2.对A.avenaesubsp.citrulli的抗菌活性;A,D.P38野生菌株;B.P38ks;C.再回收的P38ks

Fig.1　ColonialmorphologyandinhibitiveactivityofP38strain

1.InhibitiveactivityagainstP.syringae;2.InhibitiveactivityagainstA.avenaesubsp.citrulli;

A,D.P38wildstrain;B.P38ks;C.ResolationP38ks

图2　B167野生、标记与回收菌株的菌落形态和抗菌活性

1.对P.syringae的抗菌活性;2.对P.drechsleri的抗菌活性;A,D.B167野生菌株;B.B167rs;C.再回收的B167rs

Fig.2　ColonialmorphologyandinhibitiveactivityofB167strain

1.InhibitiveactivityagainstP.syringae;2.InhibitiveactivityagainstP.drechsleri;

A,D.B167wildstrain;B.B167rs;C.ResolationB167rs

图3　P38ks(A)和B167rs(B)菌株在哈密瓜体内的定殖动态

Ⅰ.胚芽期;Ⅱ.子叶期;Ⅲ.1叶期;Ⅳ.2～3叶期;Ⅴ.4～5叶期

Fig.3　ColonizationdynamicsofP38ks(A)andB167rs(B)straininHamimelonplantⅠ.Germinalperiod;Ⅱ.Sproutperiod;Ⅲ.Oneleafperiod;Ⅳ.2～3leavesperiod;Ⅴ.4～5leavesperiod

4期　　　　　　　　　罗　明,等:内生拮抗细菌在哈密瓜植株体内的传导定殖和促生作用研究723

也体现出同样的特点.P38在植株体内的定殖动态说明该菌株在体内传导性良好,在根、茎、叶中均能稳定定殖.该特性是其作为生防菌株的一大优势,同时,还可能成为构建内生防病促生等多功能工程菌的良好载体[16].

B167rs回接初期(接种后5d)在根中的数量可达1.1×104CFU!g-1FW,数量于40d后减少到1.0×102CFU!g-1FW;茎中仅在接种后15d分离到;15d后则只能在根内分离到.表明B167菌株在体

2.2.2　接种方法对P38ks在哈密瓜植株内定殖及传

导的影响　由表2可见,经过蘸根、灌根、喷叶以及浸种接种处理后,P38ks在哈密瓜植株的根、茎、叶组

织内均能分离到.在各种接种方法中(表3),以浸种处理后P38ks的定殖数量最多,蘸根、灌根次之,喷叶最少;均以根组织中内生细菌菌群密度最大,可以达到70～2.735×103CFU!g-1FW,与其它组织中的数量差异达到了极显著水平(P<0.01),其次是茎,叶柄可在接种后35d的蘸根、灌根、喷叶处理中检测到,叶片中仅在浸种和蘸根处理中检测到.

内的传导性较差,只能在根内定殖,不能传导进入叶片.

表2　不同接种方法下P38ks在哈密瓜植株内的定殖数量Table2　ColonizationofP38ksstrainwithdifferentdeliverymethodsforintroducing

endophyticbacteriaintoHamimelonplant(×103CFU!g-1FW)

接种方法Deliverymethod

组织

Tissue

蘸根Prunedrootdip　5d

　15d

0.910.020.000.00

灌根Soildrench

　5d

0.900.010.000.00

喷叶Sprayingfoliar

　35d

2.180.000.100.00

浸种Soakingseeds

5d3.000.040.010.00

15d0.740.000.000.24

25d2.620.000.011.00

35d2.740.010.001.

　25d

2.400.020.070.02

　35d

2.360.050.010.01

　15d

0.110.000.000.00

　25d

0.090.000.010.00

　5d

1.030.000.000.00

　15d

0.390.020.000.00

　25d

0.070.010.000.00

　35d

0.460.000.040.00

根Root茎Stem

0.610.01

叶柄Petiole0.00叶Leaf

0.00

　　注:CFU.菌落形成单位;g-1FW.每克植物组织鲜重.

Note:CFU.Colony2formingunits;g-1FW.Freshweightpergram.

表3　不同接种方法和组织的P38ks菌株定殖平均数

Table3　Themulti2comparisonofaveragepopulationofP38ksstrainamongthe

differenttissuesanddifferentdeliverymethods

处理

Treatment

Average(×103CFU!g-1FW)

0.58a0.41ab0.36ab0.13b

平均值组织

Tissue

Average(×103CFU!g-1FW)

1.29a0.15b0.018b0.013b

平均值

浸种Soakingseeds蘸根Prunedrootdip灌根Soildrench喷叶Sprayingfoliar

根Root茎Stem叶柄Petiole叶Leaf

　　注:同栏不同字母表示新复极差测验显著(P<0.05).

Note.DifferentletterswithineachlineshowthatLSRtestissignificantdifferenceat0.05level.

表4　不同处理的植株株高和干物质重

Table4　PlantheightanddryweightofHamimelonseedlingsafterinoculation

子叶期

处理

Treatment

P38ks浸种

SoakingseedsbyP38ksB167rs浸种

SoakingseedsbyB167rs

1叶期Oneleafperiod

2～3叶期2～3leavesperiod

4～5叶期4～5leavesperiod

出苗率

Rateofgermination95.33392.67392.00　

Sproutperiod

株高

Height(cm)2.862.292.80

干重

Dryweight

(g)0.32830.22430.285

3

株高

Height(cm)2.5332.011.86

干重

Dryweight

(g)0.52630.27930.324

3

株高

Height(cm)3.4632.6032.79

3

干重

Dryweight

(g)0.82730.5350.556

3

株高

Height(cm)4.3533.3034.25

3

干重

Dryweight

(g)1.00730.7960.885

3

无菌水浸种

Soakingseedsbydistilledwater

　　注:3和33分别表示处理与对照在0.05和0.01水平达到显著差异.

Note:3and33meanssignificantdifferenceat0.05and0.01levelbetweentreatmentandcontrol,respectively.

724西　北　植　物　学　报　　　　　　　　　　　　　　　　　　　27卷

2.3　P38ks、B167rs菌株对哈密瓜植株生长的影响

表4显示,P38ks菌液浸种对哈密瓜种子的出苗率、植株生长有显著促进作用.其中,接种P38ks的种

子出苗率较未接种的对照提高3.33%(P<0.05),且出苗整齐、迅速;植株株高、干物质重量均明显高于对照,差异达到了显著水平(P<0.05)或极显著水平(P<0.01).接种B167rs的种子出苗率较未接种的对照提高0.67%(P<0.05),但种子出苗较迟缓;植株株高、干物质重量则低于对照(部分时期达显著水平),对植株的生长表现出一定的抑制作用.　　　　　　

的内生菌菌株应选用不同的接种方法才能得到更好的定殖效果,以促进内生细菌更好地发挥生防作用.　　　　　3.3　内生细菌定殖的宿主特异性

有学者认为植物与定殖细菌相互作用的特异性可能在细菌的“种\"下水平[19].也有报道认为由一种宿主中分离的内生细菌可以在不同种的植物中定殖[20].本研究中,分离自‘早金’的B167菌株仅在‘早金’根内定殖,载菌量为1.0×102CFU!g-1FW,分离自哈密瓜品种‘8621’的P38菌株也可在‘早金’中定殖,载菌量与B167相同,且在植株体内的传导性良好.植物内生细菌的定殖是否具有宿主特异性还有待进一步深入研究.

3.4　内生细菌在植物体内定殖规律的研究方法

3　讨　论

3.1　内生细菌对宿主生长发育的影响在胡萝卜内生细菌对植物生长的

影响研究中发现,内生细菌中有的可抑制病原菌生长和(或)促进宿主生长(PGP),有的抑制宿主生长(PGR),有的居于中性(PGN).本实验的研究结果

Monique

[17]

植物内生细菌的定殖是其与寄主植物相互作用而发挥固有生物学作用的关键.由于宿主植物生活环境多样性以及内生细菌与寄主植物关系的复杂性,有关内生细菌在植物体内定殖规律的研究尚处于探索阶段.原位监测内生细菌在植物体内的定殖需要建立一套灵敏可靠的特异性检测方法.常用的方法是利用单抗或双抗药性标记内生细菌的方法,此方法具有简便、经济、快捷的优点[21].但由于此法会受到具有相同抗生素抗性的土著菌的干扰或抗生素屏障现象使原来具有抗性的菌株暂时失去抗性,因而不能直接在抗生素平板上检测等问题将影响对内生细菌的定量测量结果的精确性[22];本研究中,在接种后1个多月的检测中也出现了抗生素的隐蔽现象,尽管采用了“影印平板法\"、降低抗生素筛选浓度等方法可消除部分影响,但仍然会影响检测结果.近年来一些新的技术和方法,如激光扫描共聚焦显微技术、电镜免疫胶体金染色法,以及GFP、lacZ、gusA、LuxAB等报告基因标记及特异性16SrDNA核酸探针[23,24]等分子生物学手段的引入,增加了原位监测的可靠性,能更快捷、精确地获得内生细菌定殖、传导情况的信息.

也证实了这一点.P38、B167均是从健康哈密瓜植株

内分离的且对几种病原菌表现出强烈的拮抗活性的内生细菌菌株.P38菌株对植株生长有促进作用,而B167菌株则造成出苗迟缓、对植株生长有抑制作用.因此,在选择内生细菌作为生防菌时,除考虑其抗菌能力、体内传导性外,对宿主植物生长的影响也应作为综合选择的重要指标之一.P38经鉴定为多粘类芽孢杆菌(Paenibacilluspolymyxa)(另文发表).最近有报道证明,多粘类芽孢杆菌具有固氮作用,属于兼性内生固氮菌[18],P38菌株的促生作用是否与其具有固氮活性有关尚待进一步研究.3.2　接种方法对内生细菌定殖及传导的影响

Wellington等[14]用不同方法接种玉米内生细菌,结果证明蘸根是最有效的使内生细菌在玉米体内定殖及传导的接种方法.而本实验结果表明,不同方法接种P38菌株,以浸种处理最佳.浸种可使其在根、茎、叶中良好传导和稳定定殖;其次是蘸根,灌根处理次之,喷叶处理最差.由此进一步证实了不同

参考文献:

[1]　CHRISPC.Bacterialendophytes.TheEncyclopediaofpestmanagement[M].NewYork:MarcelDekker,2002:43-46.

[2]　QINBF(秦宝福),XUH(徐　虹),LIUJD(刘建党),etal.Isolation,screeningandactivitydetectionofanendophyticfungusresistance

topenicillininHyacinthusorientalisL.[J].ActaBot.Boreal.2Occident.Sin.(西北植物学报),2006,26(7):1449-1453(inChinese).[3]　STURZAV,CHRISTIEBR,NOWAKJ.Baterialendophytes:Potetialroleindevelopingsustainablesystemsofcropproduction[J].Crit2

icalReviewsinPlantSciences,2000,19(1):1-30.

4期　　　　　　　　　罗　明,等:内生拮抗细菌在哈密瓜植株体内的传导定殖和促生作用研究725

[4]　HUQP(胡青平),XUJG(徐建国),LIUHL(刘会龙),etal.Isolationandidentificationofendogeneticbacteriaintomatostemsand

screeningofantagonisticbacteriatoPseudomonassolanacearum[J].ActaBot.Boreal.2Occident.Sin.(西北植物学报),2006,26(10):2039-2043(inChinese).

[5]　KLOEPPERJW,BEAUCHAMPCJ.Areviewofissuesrelatedtomeasuringcolonizationofplantrootsbybateria[J].Can.J.Microbi2

ol.,1992,38:1219-1232.

[6]　FENGYJ(冯永君),SONGW(宋　未).CharacteristicsandlabellossdynamicsofPantoeaagglomerans,prodominantsendophyticbacte2

riaisolatefromriceplant[J].ChineseJournalBiochemistryandMolecularBiology(中国生物化学与分子生物学报),2002,18(1):85-91(inChinese).

[7]　SESSITSCHA,WILSONKJ,AKKERMANSADL,etal.Simultaneousdetectionofdifferentrhizobiumstrainsmarkedwitheitherthe

EscherichiacoilgusAgeneorthePyrococcusfuriosuscelBgene[J].Appl.Environ.Microbiol.,1996,62:4191-4194.

[8]　TOMBLINIR,UNGEA,DAVEYME,DEBRUIJNFJ,JANSSONJK.FlowcytometricandmicroscopcananalysisofgfptaggedPseud2

omonasfluorescensbacteria[J].FemsMicrobiol.Ecol.,1997,22:17-286.[9]　芦　云.哈密瓜内生细菌的种群、分布动态及其抗菌作用研究[D].乌鲁木齐:农业大学,2005.[10]　任欣正.植物病原细菌的分类和鉴定[M].北京:农业出版社,1994:.[11]　程丽娟.微生物学实验技术[M].西安:天则出版社,1993:182-186.

[12]　LUXY(鹿秀云),MAP(马　平).ColonizationandtransmissionofantagonisticbacteriumC228incottonplant[J].J.HuazhongAg2

ric.Univ.(华中农业大学学报),2002,21(4):359-361(inChinese).

[13]　DINGLX(丁立孝),LIWZ(李文泽).Screeningampicillinandkanamycinresistantstrainsfrompeanutendophytemutantinducedwith

ultro2violet[J].J.LaiyangAgric.College(莱阳农学院学报),1997,14(4):235-239(inChinese).

[14]　WELLINGTONB,MARCELATB.Deliverymethodsforintroducingendophyticbacteriaintomaize[J].Biocontrol.,2004,49(3):315-322.

[15]　LUY(芦　云),LUOM(罗　明).IsolationofendophyticbacteriafromHamimelonandscreeningofantagonisticbacteria[J].J.Shihezi

Univ.(Nat.Sci.Ed.)(石河子大学学报!自然科学版),2004,22(S1):104-109(inChinese).

[16]　LEEA,NEWMAN,CHARLESMR.Bacteriaandphytoremediation:newusesforendophyticbacteriainplants[J].TrendsinBiotech2

nology,2005,23(1):6-8.

[17]　MONIQUEA.SURETTE,ANTORNYV.STURZ,RAJASEKARANR.LADA,JERZYNOWAK.Bacterialendophytesinprocessing

carrots(DaucuscarotaL.var.sativus):theirlocalizationpopulationdensity,biodiversityandtheireffectsonplantgrowth[J].Plantand

Soil,2003,253(2):381-390.

[18]　AMANDEEPS,etal.IsolationofendophyticbacteriafromLodgepolepineandWesternredcedaranddeteminationoftheirnitrogenfix2

ingability[D].(M.Sc.Thesis),TheUniversityofBritishColumbia.Canada,2003.

[19]　KOBAYASHIDY.Bacteriaendophytesandtheireffectsonplantandusedinagriculture[A].In:RyderMH.etal.eds.MicrobialEndo2

phytes[M].NewYork:MarcelDekker,2000:199.

[20]　TRANVV.Selectionofbacteriaforenhancedplantgrowthandresultsoffieldtests[A].In:ChariesBW,eds.ImprovingPlantProduc2

tivitywithRhizosphereBacteria[M].Clayton:CSIROAustralia.1994:14.

[21]　ZHANGBX(张炳欣),ZHANGP(张　平).Detectionofintroducedmicroorganismstorhizosphere[J].JournalofZhejiangUniversity

(Nat.Sci.Ed.)(浙江大学学报!自然科学版),2000,26(6):624-628.

[22]　JAMESD.NARIN,CHRISTOPHERPC.Temporarylossofantibioticresistancebymarkedbacteriaintherhizosphereofspruceseed2

ings[J].FemsMicrobiologyEcology.,2002,40:167-170.

[23]　MIAOZY(苗则彦),ZHAOKH(赵奎华),LIUCHY(刘长远),etal.Theresearchonendophyticbacteriaofbiologicalcontrolplant

diseaseandpestsinChina[J].LiaoningAgriculturalSciences(辽宁农业科学),2003,6:31-32(inChinese).

[24]　SALMETIMMUSK,NINAGRANTCHAROVA,E.GERHARTH.WAGNER.Paenibacilluspolymyxainvadesplantrootsandforms

biofilms[J].AppliedandEnvironmentalMicrobiology,2005,71(11):7292-7300.